Топ - 5 ошибок при заборе крови.
Ошибки в коммерческих и стационарных ветеринарных лабораториях могут быть классифицированы как: преаналитические, аналитические или постаналитические. Ошибки при проведении преаналитики наиболее распространены в человеческих и ветеринарных лабораториях и обычно связаны с оплошностями при сборе проб и обращении с ними
. Ошибки при анализе связаны с точностью, безошибочностью, чувствительностью и специфичностью инструментов или методов, а постаналитические ошибки могут быть связаны с ошибками в расшифровке или неправильной интерпретацией представленных данных.
Ниже приведены 5 наиболее распространенных причин ошибок при взятии крови и обращении с образцами, которые, по мнению авторов, приводят к ошибочным лабораторным результатам до анализа.
1. пациент, не принимающий пищи.
Повышенный уровень триглицеридов, вызывающий липемию, может быть результатом основного патологического механизма. Однако липемия чаще всего рассматривается как изменение после приема пищи у пациентов, не принимавших пищу (рисунки 1 и 2. липемия увеличивает мутность сыворотки и / или плазмы, что приводит к нарушениям гематологических и биохимических анализов, которые зависят от рассеяния света (например, общего белка методом рефрактометрии, гемоглобина и связанных с ним показателей, билирубина.
Избыток липидов также может привести к ложному снижению измеренных электролитов в зависимости от используемого метода анализа. Многие анализаторы используют непрямую потенциометрию для определения электрического потенциала ионов в плазме или сыворотке. Образцы, измеренные с помощью непрямой потенциометрии, перед анализом разбавляются анализатором. В случаях липемии добавление разбавителя может привести к ложному снижению измеренных концентраций электролитов, поскольку повышенный уровень триглицеридов вызывает явление, называемое смещением объема, при котором липиды в плазме / сыворотке воды вытесняют электролиты (например, натрий, калий, хлор) из меньшего объема воды. Во многих газоанализаторах крови на месте оказания медицинской помощи используется прямая потенциометрия, которая не основывается на разбавленном измерении содержания электролитов и, таким образом, не приводит к ложному снижению концентрации электролитов. Однако самый простой способ избежать ошибок, связанных с липемией, - потребовать от владельцев домашних животных не давать пищу питомцу за 8-12 часов до обследования и запланированного забора крови.
2. гемолиз In Vitro.
Гемолиз (т. Е. лизис эритроцитов, в результате которого сыворотка становится розово - красной рисунок 3 или плазма) классифицируется либо как патологический (т. Е. in Vivo), либо как искусственный (т. Е. in Vitro. Гемолиз in Vitro может быть связан с травматичным сбором пробы, неправильным обращением с пробой, экстремальными температурами и / или задержкой обработки. Гемолиз In Vitro снижает концентрацию эритроцитов; однако при отсутствии гемолиза in Vivo концентрация гемоглобина является точной, поскольку измерение гемоглобина для многих анализаторов требует лизиса всех эритроцитов с последующей оценкой светопропускания. Искусственное снижение концентрации эритроцитов также может привести к изменению результатов индексации, которые включают концентрацию эритроцитов в расчет (например, рассчитанный гематокрит, средняя концентрация корпускулярного гемоглобина.
Спектрофотометрия поглощения используется для измерения концентрации многих биохимических анализируемых веществ (например, билирубина, азота мочевины, креатинкиназы, фосфора, холестерина) и измеряет количество света, проходящего через раствор, содержащий анализируемый вещество (т. Е. продукт ферментативной реакции), представляющий интерес. Измеренные длины волн затем сравниваются с известным спектром поглощения интересующего вещества. Свободный гемоглобин поглощает свет, таким образом, присутствие свободного гемоглобина может повлиять на результаты теста, приводя к к неточным результатам теста. Кроме того, выраженный гемолиз in Vitro может привести к высвобождению ионов и молекул, которые обнаруживаются в более высоких концентрациях во внутриклеточных жидкостях; потенциально может возникнуть ложное повышение уровня АЛТ, АСТ, фосфора и калия (в зависимости от вида.
Гемолиз in Vitro можно предотвратить с помощью атравматичной венопункции при надлежащем удержании пациента и обращении с ним, надлежащем отборе образцов (например, иглой с большим отверстием) и надлежащем обращении с образцами (например, бережное перемешивание с антикоагулянтом и оперативный анализ. Охлаждение образца необходимо, когда анализ образца задерживается, но образцы не следует помещать непосредственно на лед, чтобы уменьшить гемолиз.
3. свернувшийся образец.
Длительный забор крови, травматичная венопункция и / или неадекватное смешивание цельной крови с антикоагулянтом могут привести к свертыванию образца. Образцы с большими сгустками крови подвержены риску закупорки трубок, инжекторов и фильтров в дорогостоящем оборудовании и не подходят для анализа образцов. Чтобы избежать дорогостоящих ошибок, рекомендуется проверять наличие крупных сгустков (рисунок 4) перед анализом с помощью коммерческих лабораторных или стационарных настольных анализаторов.
Микроскопические сгустки или скопления тромбоцитов (рисунок 5), связанные с повышенной агрегацией тромбоцитов, особенно у кошек, могут приводить к ложной тромбоцитопении (т. Е. псевдотромбоцитопении. Кроме того, анализаторы импеданса различают эритроциты и тромбоциты по размеру, что может привести к неправильной классификации мелких сгустков тромбоцитов (или крупных тромбоцитов) как эритроцитов. Несколько методов (например, вихревое перемешивание, добавление простагландинов) для предотвращения или нарушения агрегации тромбоцитов были исследованы, чтобы избежать этого эффекта; однако широкое использование любого метода - помимо тщательного сбора и обращения - неочевидно, и все зарегистрированные тромбоцитопении должны быть подтверждены с помощью анализа мазка крови.
4. недостаточный объем пробы (т. Е. короткий образец).
Сбор небольших объемов пробы или использование пробирки неподходящего размера могут привести к неблагоприятным результатам из-за разбавления избытком антикоагулянта или недостаточного объема пробы для проведения необходимых анализов. Пробирки для забора крови должны быть заполнены до указанного объема пробирки, который обычно обозначается тонкой линией заполнения (рисунок 6.
Антикоагулянт эдта обладает гипертоническим действием по сравнению с кровью; разница в тонусе, однако, не приводит к клинически значимым изменениям результатов оцк, если пробирка с эдта заполнена надлежащим образом. Когда пробирка с эдта заполнена недостаточно, избыточный объем антикоагулянта эдта по сравнению с цельной кровью вызывает осмотическое перемещение внутриклеточной воды в относительно гипертоническую плазму / раствор антикоагулянта в попытке выровнять тонус, что приводит к сморщиванию эритроцитов (сморщиванию) и ложно уменьшенному объему упакованных клеток из-за завышенного гематокрита. Когда кровь из пробирки с эдта пропускают через гематологический анализатор для проведения CBC, анализатор суспендирует эритроциты в разбавителе, изотоническом по отношению к нормальной плазме. В образцах с избытком эдта разбавитель гипотонический (не изотонический) по сравнению с уменьшенным эритроцитом; жидкость устремляется обратно в клетки, и объем восстанавливается. Таким образом, рассчитанный гематокрит по короткому образцу является точным значением.
Соответствующий объем особенно для тестирования на свертываемость важен. Для большинства профилей свертывания требуется цитратированная плазма в соотношении антикоагулянт: цельная кровь 1: 9, чтобы обеспечить устранение антикоагулянтных эффектов путем добавления кальция в процессе анализа. В недостаточно заполненных образцах увеличивается соотношение цитрата к цельной крови, что приводит к снижению свертываемости, что приводит к ложному увеличению времени свертывания.
В случаях, когда ожидается небольшой объем пробы, минимальный объем пробы и рекомендуемые методы обработки пробы для желаемого анализируемого вещества следует запросить в референтной лаборатории.
5. задержка обработки.
В идеале гематологические и биохимические образцы должны быть обработаны и проанализированы как можно скорее после взятия. Однако это не всегда возможно, и из-за задержки обработки могут быть получены ошибочные результаты. Гематологические данные, на которые могут повлиять, включают увеличение среднего корпускулярного объема (MCV) из-за набухания эритроцитов, что приводит к дальнейшим изменениям показателей, связанных с MCV (например, увеличение расчетного гематокрита, снижение средней концентрации клеточного гемоглобина. Эти изменения обычно первоначально наблюдаются через 12 часов после сбора и продолжают увеличиваться по величине со временем.
Морфологические изменения, совместимые с псевдотоксическими изменениями (рисунок 7), также могут наблюдаться в мазках крови уже через 4 часа после сбора при хранении при комнатной температуре, через 8 часов после сбора при хранении в пакетах со льдом или через 24 часа после сбора при температуре 39 F (4 C. примеров морфологических изменений в нейтрофилах, связанных с длительным хранением, включают повышенную цитоплазматическую базофилию, повышенную вакуолизацию цитоплазмы и наличие мертвых клеток. Текущая гипотеза связывает формирование этих изменений с повышенной проницаемостью клеток при длительном хранении, что приводит к окрашиванию структур, которые, возможно, ранее не были видны. Эти изменения могут быть неверно истолкованы как истинное токсическое изменение цитоплазмы и могут иметь клинические последствия; таким образом, важно учитывать это изменение при интерпретации лейкограммы.
В дополнение к морфологическим изменениям, наблюдаемым в лейкоцитах, морфологические изменения, связанные с хранением, также отмечаются в эритроцитах. Особое значение имеет вытеснение эпиклеточных гемопаразитов (например, кошачьей микоплазмы spp) с поверхности эритроцитов при длительном хранении; это может привести к незамеченной паразитемии. Повышенная скручиваемость эритроцитов также может наблюдаться при задержке обработки. Чтобы свести к минимуму последствия искусственно вызванных изменений, связанных с длительным хранением, настоятельно рекомендуется сразу после взятия крови подготовить мазки для исследования или отправки в лабораторию.
Для биохимического анализа кровь следует свернуть (15-30 минут) и центрифугировать для отделения клеточных элементов от сыворотки. После отделения от клеточных элементов сыворотку следует быстро проанализировать или поместить в холодильник на срок от 24 до 48 часов. Задержка отделения и удаления сыворотки неизбежно приводит к метаболизму химических компонентов, в частности к снижению уровня глюкозы. Ферменты сыворотки особенно подвержены риску получения ошибочных результатов при задержке обработки (> 24 часов) из-за активности и кинетики ферментов. Таким образом, если ожидается задержка, может быть полезно запланировать корректировки или обсудить со справочной лабораторией, стабилен ли желаемый анализируемый элемент в замороженной сыворотке.
Заключение:
Распознавание этих ошибок при заборе и взятии проб может помочь предотвратить ошибочные результаты и помочь интерпретировать результаты, когда подобных ситуаций избежать невозможно. При отправке образца в справочную лабораторию клиницисты должны сообщать об известных ошибках при сборе и обращении с кровью, чтобы помочь обеспечить точную интерпретацию клиническим патологом. Хотя это и не включено в эту статью, забор пробы через постоянный катетер, если не выполнять его с использованием ранее описанных рекомендаций, может привести к многочисленным клинически значимым ошибкам, таким как ложно сниженный уровень HCT и другие показатели, вызванные разбавлением жидкостей, ложно повышенные показатели (например, глюкозы, калия), вызванные загрязнением введенными веществами, и гемолиз, вызванный чрезмерным всасыванием. Доступны ресурсы по правильному размещению и использованию катетеров для взятия проб.